Brassinolid-Informationen: Wie wirken Brassinolide in Pflanzen?

Brassinolid-Informationen: Wie wirken Brassinolide in Pflanzen?

Von: Darcy Larum, Landschaftsarchitektin

Es ist ein klassisches Dilemma, jeder möchte große, makellose, köstliche frische Früchte und Gemüse aus dem Garten, aber wir möchten keine chemischen Düngemittel, Pestizide usw. in unsere Gärten werfen, um die höchsten Erträge zu erzielen. Es gibt zwar viele organische Insektizide und Fungizide auf pflanzlicher Basis wie Neemöl und Produkte auf Pyrethrumbasis, diese können jedoch möglicherweise einige nützliche Insekten wie Honigbienen schädigen, wenn sie nicht richtig verwendet werden. Brassinolid-Steroide sind jedoch auch natürliche Produkte auf pflanzlicher Basis, die die Widerstandsfähigkeit einer Pflanze ohne schädliche Nebenwirkungen für die Umwelt stärken können. Was ist ein Brassinolid-Steroid? Lesen Sie weiter für die Antwort.

Brassinolid-Informationen

Wissenschaftler erforschen seit Jahren Brassinolid-Steroide als natürlichen Dünger, hauptsächlich für landwirtschaftliche Pflanzen. Brassinolid-Steroide, auch Brassinosteroide genannt, sind natürlich vorkommende Pflanzenhormone, die das Wachstum, die Entwicklung und die Immunität einer Pflanze regulieren. Das Hormon wird bei Bedarf auf natürliche Weise produziert, um Pflanzen beim Wachsen zu unterstützen, Pollen zu bilden, Blumen, Früchte und Samen zu setzen und Krankheiten oder Schädlingen zu widerstehen.

Natürlich vorkommende Brassinolid-Steroide kommen in fast allen Pflanzen, Algen, Farnen, Gymnospermen und Angiospermen vor. Es kommt in höchsten Konzentrationen im Pollen, in unreifen Samen, Blüten und Wurzeln von Pflanzen vor.

Die ursprüngliche Entdeckung und Forschung zu Brassinolid wurde mit Rapspflanzen durchgeführt (Brassica napus). Das Brassinolidhormon wurde isoliert und extrahiert. Es wurde dann mit anderen Methoden in andere Pflanzen eingeführt, um die Wirkung der zusätzlichen Hormone auf das Wachstum und die Widerstandsfähigkeit der Testpflanzen zu untersuchen. Die Ergebnisse waren größere, gesündere Pflanzen, die eine höhere Resistenz gegen Schädlinge, Krankheiten, extreme Hitze, Trockenheit, extreme Kälte, Nährstoffmangel und Salz zeigten.

Diese Testpflanzen produzierten auch höhere Erträge an Früchten oder Samen, und Blütenknospen- und Fruchttropfen waren verringert.

Wie wirken Brassinolide in Pflanzen?

Brassinolid-Steroide wirken sich nur auf die Pflanzen aus, in denen sie sich befinden. Sie hinterlassen keine Rückstände, die in den Grundwasserspiegel abfließen können, und sie schädigen oder töten keine Insekten, Tiere oder Menschen, die die Pflanzen verzehren. Wir haben alle viele Science-Fiction-Filme gesehen, in denen ein Pflanzenhormon oder Dünger starke mutierte Pflanzen oder Insekten erzeugt, aber Brassinolidhormone sagen einer Pflanze einfach, wie groß sie wachsen und wie viel Samen oder Obst sie produzieren soll, während sie gleichzeitig die Pflanzen fördern Immunität und Widerstand. Sie werden Pflanzen in natürlichen Dosen auf natürliche Weise verabreicht.

Heute werden Brassinolid-Steroide hauptsächlich in landwirtschaftlichen Feldern verwendet, in denen Getreide angebaut wird. Sie stehen den Verbrauchern entweder in Pulverform oder in flüssiger Form zur Verfügung. Brassinolid-Pflanzenhormone können verwendet werden, um Samen vor der Keimung zu impfen, um den Prozess zu beschleunigen. Sie können auch in die Wurzeln von Pflanzen gewässert oder als Blattfütterung verwendet werden.

Dieser Artikel wurde zuletzt aktualisiert am

Lesen Sie mehr über Boden, Fixes & Düngemittel


Editor für Sonderausgaben

Terpene und abgeleitete Terpenoide, auch als Isoprenoide bekannt, sind die größte Klasse pflanzlicher Sekundärmetaboliten mit Grundfunktionen für Wachstum und Entwicklung und spezielleren Rollen bei Wechselwirkungen zwischen Pflanzen und Umwelt, Resistenz / Toleranz gegenüber Umweltbelastungen und Abwehr gegen Raubtiere und Krankheitserreger . Darüber hinaus wurde berichtet, dass viele Terpenoide antimikrobielle, entzündungshemmende und antioxidative Eigenschaften haben, was sie im medizinischen Bereich von großem Interesse macht. Darüber hinaus werden sie häufig als natürliche Aromastoffe in der Lebensmittel- und Duftstoffindustrie und in jüngerer Zeit als Quelle für Biokraftstoffe verwendet.

Ihre Biosynthese kann konstitutiv sein oder durch biotische oder abiotische Belastungen provoziert / verstärkt werden und beginnt mit der Synthese des Fünf-Kohlenstoff-Vorläufers Isopentenyldiphosphat (IPP) und seines Isomers Dimethylallyldiphosphat (DMAPP). Durch wiederholte Kondensation dieser Fünf-Kohlenstoff-Einheiten durch Prenyltransferasen, Umlagerung durch Terpensynthasen und Cyclisierungsreaktionen entstehen die verschiedenen Klassen von Terpenoiden: C5-Isopren, C10-Monoterpenoide, C15-Sesquiterpenoide, C20-Diterpenoide, C25-Sesterterpenoide, C30-Triterpenoide, C40-Tetraterpenoide C> 40 Polyterpenoide.

Diese Sonderausgabe widmet sich der Untersuchung der verschiedenen Arten von Terpenen und Terpenoiden in Pflanzen. Insbesondere laden wir Manuskripte zur Biosynthese, Regulation und Funktionen / Anwendungen von Terpenoiden in Pflanzen ein. Alle Studien, einschließlich Forschungsarbeiten und Übersichten zu diesen Themen, werden für die Veröffentlichung berücksichtigt.

Dr. Isabel Nogués
Gastredakteur

Informationen zur Einreichung des Manuskripts

Manuskripte sollten online unter www.mdpi.com eingereicht werden, indem Sie sich registrieren und auf dieser Website anmelden. Sobald Sie registriert sind, klicken Sie hier, um zum Anmeldeformular zu gelangen. Manuskripte können bis zum Stichtag eingereicht werden. Alle Beiträge werden von Experten begutachtet. Akzeptierte Artikel werden fortlaufend in der Zeitschrift veröffentlicht (sobald sie akzeptiert wurden) und zusammen auf der Website der Sonderausgabe aufgeführt. Forschungsartikel, Übersichtsartikel sowie Kurzmitteilungen sind eingeladen. Für geplante Arbeiten können ein Titel und eine kurze Zusammenfassung (ca. 100 Wörter) zur Ankündigung auf dieser Website an die Redaktion gesendet werden.

Eingereichte Manuskripte sollten weder zuvor veröffentlicht worden sein noch zur Veröffentlichung an anderer Stelle in Betracht gezogen werden (ausgenommen Konferenzberichtspapiere). Alle Manuskripte werden im Rahmen eines Peer-Review-Prozesses mit einem einzigen Blind gründlich geprüft. Ein Leitfaden für Autoren und andere relevante Informationen für die Einreichung von Manuskripten finden Sie auf der Seite Anweisungen für Autoren. Pflanzen ist eine internationale, von Experten begutachtete Open Access-Monatszeitschrift, die von MDPI veröffentlicht wird.

Bitte besuchen Sie die Seite Anweisungen für Autoren, bevor Sie ein Manuskript einreichen. Die Artikelverarbeitungsgebühr (APC) für die Veröffentlichung in diesem Open-Access-Journal beträgt 1800 CHF (Schweizer Franken). Die eingereichten Beiträge sollten gut formatiert sein und gutes Englisch verwenden. Autoren können den englischen Bearbeitungsdienst von MDPI vor der Veröffentlichung oder während der Überarbeitung des Autors nutzen.


Zusammenfassung

  • Pflanzenwachstum und -entwicklung werden in hohem Maße durch Hormone wie Brassinosteroid (BR) und Gibberellin (GA) koordiniert. Obwohl beim Verständnis der grundlegenden Signalübertragung in BR und GA große Fortschritte erzielt wurden, bleibt ihre Beziehung bei Reis schwer fassbar.
  • Hier zeigen wir, dass BR den Pegel von OsmiR159d unterdrückt, der das Ziel spaltet OsGAMYBL2 Gen. Der OsmiR159d‐OsGAMYBL2 Das Paar fungiert als frühes BR-responsives Modul, das den Ausdruck von reguliert BU1, ein BR-reguliertes Gen, das an der BR-Signalübertragung beteiligt ist, und CPS1 und GA3ox2zwei Gene in der GA-Biosynthese durch Bindung an die Promotoren dieser Gene.
  • Darüber hinaus interagiert OsGSK2, ein wichtiger negativer Akteur bei der BR-Signalübertragung, mit OsGAMYBL2 und verhindert dessen Abbau unter 24-Epibrassinolid-Behandlung, während SLR1, ein Reis-DELLA-Protein, das die GA-Signalübertragung negativ reguliert, mit OsGAMYBL2 interagiert und die Bindung von OsGAMYBL2 an das Ziel verhindert Genpromotor. Die GA-Signalisierung induziert eine Verschlechterung von OsGAMYBL2 und verbessert folglich die BR-Signalisierung.
  • Diese Ergebnisse zeigen, dass ein auf BR ansprechendes Modul als gemeinsame Komponente sowohl im BR- als auch im GA-Signalweg fungiert, die die BR-Signalübertragung und die GA-Biosynthese verbindet und somit die Regulation von BR und GA im Pflanzenwachstum und in der Pflanzenentwicklung koordiniert.


DISKUSSION

Unsere Studien liefern wesentliche Hinweise auf eine Rolle von CDC2b bei der Regulation der Hypokotylzellverlängerung und der Keimblattentwicklung bei dunkel gewachsenen Arabidopsis-Sämlingen. Zuerst haben wir festgestellt, dass das Expressionsmuster von CDC2b steht im Einklang mit einer Rolle bei der Regulierung der Hypokotyldehnung in der Dunkelheit, da sein zeitlicher Ausdruck nur den Änderungen der Dehnungsrate der Sämlinge vorausgeht. Zweitens Antisense-Hemmung von CDC2b Die Expression führte zu kurzen Hypokotylzellen und offenen, vergrößerten Keimblättern. Drittens Hemmung von CDC2b Die Expression führte auch zu einem Begrünungsblock bei dunkel gewachsenen Sämlingen, wahrscheinlich aufgrund der abnormalen Entwicklung von Amyloplasten anstelle von Ätioplasten. Daher weisen unsere Daten auf eine physiologische Funktion von CDC2b hin, einer neuartigen Unterfamilie von zellzyklusabhängigen Kinase-verwandten Genen, die nur in Pflanzen vorkommen.

Wachstum von CDC2b- und Arabidopsis-Sämlingen

Es wurde berichtet, dass Hypokotyle von Arabidopsis aus 22 bis 26 Zellen bestehen, wenn sie sowohl bei Licht als auch bei Dunkelheit gezüchtet werden (Miséra et al., 1994, Gendreau et al., 1997). Während der Hypokotylverlängerung treten nur wenige Zellteilungen auf, und daher ist das Wachstum im Wesentlichen auf die Verlängerung der Hypokotylzellen zurückzuführen. Frühere umfangreiche Studien haben eindeutig gezeigt, dass die Verlängerung von Hypokotylzellen durch viele Faktoren reguliert wird, einschließlich Licht- und Pflanzenhormone (von Arnim und Deng, 1996 Chory und Li, 1997). Darüber hinaus haben Mutationsstudien von Signalkomponenten in Licht- und Hormonwegen gezeigt, dass sie spezifisch an der Regulierung der Verlängerung von Hypokotylzellen beteiligt sind. Die Rolle von Genen, die mit dem Zellzyklus zusammenhängen, wurde jedoch kaum untersucht. Überexpression der CDC2a Das Gen sowohl in Arabidopsis als auch in Tabak hat keinen nachweisbaren Einfluss auf die Größe der Hypokotylzellen (Hemerly et al., 1995). Ein dominant-negatives Konstrukt der CDC2a Das Gen führte zu vergrößerten Epidermiszellen in transgenem Tabak, aber die gesamte Pflanzenmorphologie war weitgehend unbeeinflusst. Es wurde daher vorgeschlagen, dass CDC2a ist möglicherweise streng an der Kontrolle des Zellzyklus beteiligt und reguliert möglicherweise keine spezifischen morphologischen oder Entwicklungsprogramme. Unsere Ergebnisse weisen jedoch auf eine Rolle von CDC2b bei der Regulierung der Hypokotylverlängerung, der Keimblattvergrößerung und der apikalen Hakenbildung.

Wirkung von Phytohormonen auf den Phänotyp der CDC2b Transgene Antisense-Sämlinge.

(EIN) 7 Tage alte etiolierte Sämlinge, die auf einer gentechnisch veränderten Platte gezüchtet wurden. Von links nach rechts transgene Kontrolle (TA7002–LUC) Sämling und vier Vertreter CDC2b transgene Antisense-Sämlinge (Linien 6, 7, 22 bzw. 28).

(B) Gleiche Sämlingslinien wie in gezeigt (EIN)mit 1 uM GA4.

(C) Gleiche Sämlingslinien wie in gezeigt (EIN)mit 0,1 uM Brassinolid.

(D) Gleiche Sämlingslinien wie in gezeigt (EIN)mit 1 uM DEX.

(E) Gleiche Sämlingslinien wie in gezeigt (B)mit 1 uM DEX.

(F) Gleiche Sämlingslinien wie in gezeigt (C)mit 1 uM DEX.

Phytohormone in den angegebenen Konzentrationen wurden GM-Platten mit oder ohne 1 & mgr; M DEX zugesetzt. Sämlinge wurden 7 Tage in völliger Dunkelheit gezüchtet. Alle Sämlinge wurden mit der gleichen Vergrößerung fotografiert. Vergrößerung × 1,8 des Originals.

Histochemische Analyse der Wirkung von Brassinolid auf die CDC2b Genexpressionsmuster.

(EIN) GUS-Färbemuster von CDC2b Promoter-GUS transgene Sämlinge, die 7 Tage unter weißem Licht gezüchtet wurden.

(B) Gleich wie (EIN)mit 0,1 uM Brassinolid.

(C) GUS-Färbemuster von CDC2b Promoter-GUS transgene Sämlinge, die 7 Tage im Dunkeln gezüchtet wurden.

(D) Gleich wie (C)mit 0,1 uM Brassinolid.

CDC2b-verwandte Gene werden in sich teilenden Zellen von Meristemen und auch in der Hakenregion von etiolierten Sämlingen stark exprimiert (Fobert et al., 1996 Segers et al., 1996). Wohingegen CDC2b Die Expression in sich teilenden Zellen weist auf eine mögliche Rolle in einem Aspekt der Zellzyklusregulation hin. Die Expression in Hypokotylzellen würde eine Rolle bei der Hypokotylentwicklung implizieren. Die Hypokotylzelle teilt sich selten, obwohl die meisten ihrer Zellen ein bis drei Zyklen der DNA-Endoreduplikation durchlaufen (Gendreau et al., 1998). Der Mangel an Wirkung von CDC2b Die Antisense-Expression bei der Endoreduplikation von Hypokotylzellen (5C) zeigt dies an CDC2b ist nicht verantwortlich für die Förderung der DNA-Endoreduplikation. Es gibt mindestens zwei Erklärungen, wie CDC2b die Verlängerung von Hypokotylzellen und die Entwicklung von Keimblättern regulieren könnte. Das erste ist, dass CDC2b eine direkte Rolle bei der Regulierung der Verlängerung von Hypokotylzellen oder der Expansion von Keimblattzellen spielt, was unabhängig von seiner mutmaßlichen Rolle bei der Regulation des Zellzyklus ist. Die Tatsache, dass CDC2b die konservierte PSTAIRE-Domäne fehlt, die für die Cyclinassoziation verantwortlich ist, und dass sie nur in Pflanzen gefunden wurde, würde mit dieser Möglichkeit übereinstimmen. Die andere Möglichkeit besteht darin, dass CDC2b an der Regulierung einer bestimmten Phase des Zellzyklus und / oder der gesamten räumlichen Organisation der Chromosomen beteiligt ist, was für die Verlängerung der Hypokotylzellen und die Entwicklung der Keimblätter entscheidend ist. Die Tatsache, dass CDC2b Antisense-Linien, die eine weniger kompakte Kern-DNA-Färbung zeigten, stützen diese Annahme. Es ist klar, dass zukünftige Untersuchungen erforderlich sind, um zwischen diesen Möglichkeiten zu unterscheiden.

Fluorometrische Analyse der Wirkung von Brassinolid auf die CDC2b Genexpressionsmuster.

Die GUS-Aktivität wurde gemessen, um das Expressionsniveau des zu quantifizieren CDC2b Gen unter Verwendung von 4-Methylumbelliferyl-β-d-glucuronid als Substrat. Das Experiment wurde dreimal wiederholt, und die Mittelwerte sind mit Fehlerbalken dargestellt, die ± sd anzeigen. –BR WL, a CDC2b Promoter-GUS transgener Keimling, der 7 Tage unter weißem Licht gezüchtet wurde + BR WL, ebenso wie 0,1 μM Brassinolid –BR D, a CDC2b Promoter-GUS transgener Keimling, 7 Tage im Dunkeln gezüchtet + BR D, ebenso wie 0,1 uM Brassinolid.

CDC2b und lichtreguliertes Wachstum

Interessanterweise exprimieren Sämlinge Antisense CDC2b zeigte auch offene und vergrößerte Keimblätter und keinen apikalen Haken in der Dunkelheit. Rasterelektronenmikroskopie zeigte, dass dunkel gewachsene Antisense-Sämlinge, die in Gegenwart von DEX gezüchtet wurden, vergrößerte Epidermiszellen aufweisen und es keinen nennenswerten Anstieg der Zellzahlen als Folge der Zellteilung zu geben scheint. Obwohl diese Veränderungen in gewisser Weise als partielle photomorphogenetische Entwicklung in der Dunkelheit beschrieben werden können, gibt es jedoch einige Schlüsselmerkmale, die sich von der photomorphogenetischen Entwicklung unterscheiden. Erstens gibt es nur einen sehr geringen Unterschied in der stomatalen Zellreifung der in Gegenwart von DEX gezüchteten Antisense-Sämlinge im Vergleich zu denen der Wildtyp- oder nicht induzierten Antisense-Sämlinge. Bei leicht gewachsenen Sämlingen ist die Entwicklung der Stomatenzellen jedoch viel weiter fortgeschritten. Zweitens unterscheidet sich die Entwicklung von Amyloplasten in den Keimblättern von dunkel gewachsenen Antisense-Sämlingen, die in Gegenwart von DEX gezüchtet wurden, von der Chloroplastenentwicklung bei hell gewachsenen Sämlingen. Das letztere Ergebnis impliziert eine Rolle für CDC2b bei der Aufrechterhaltung eines ordnungsgemäßen Plastidendifferenzierungsmusters in sich entwickelnden Pflanzen. Daher liefert der Keimblatt-Phänotyp in den Antisense-Linien einen besseren Indikator als der Hypokotyl-Phänotyp, um den Unterschied in der CDC2b-Funktion und der durch Licht ausgelösten Entwicklung zu zeigen. Unsere Daten scheinen darauf hinzudeuten, dass die Folge der Hemmung CDC2b Die Expression in dunkel gewachsenen Sämlingen unterscheidet sich von der durch Licht ausgelösten photomorphogenetischen Entwicklung.

Die Entwicklung der Amyloplasten in dunkel gewachsenen Antisense-Sämlingen in Gegenwart von DEX implizierte auch, dass die Differenzierung der Plastiden von den anderen Entwicklungsprozessen entkoppelt werden könnte. Nach unserem Kenntnisstand wurde bisher keine Vergrößerung von Keimblättern in dunkel gewachsenen Sämlingen bei gleichzeitiger Amyloplastenentwicklung in den Keimblattzellen berichtet. CDC2b spielt eindeutig eine entscheidende Rolle bei der Koordinierung der Entwicklungsprogramme für Plastiden und das gesamte Zellwachstum. In einigen zweikeimblättrigen Pflanzen sind Amyloplasten, die zur Stärkelagerung verwendet werden, in den Keimblättern reifer Samen vorhanden, aber sie werden im Dunkeln während des Keimlingswachstums schnell in Ätioplasten oder im Licht in Chloroplasten umgewandelt. Es ist also möglich, dass die Hemmung von CDC2b Die Expression verhinderte, dass die Amyloplasten während des Keimlingswachstums in der Dunkelheit in Ätioplasten umgewandelt wurden. Darüber hinaus, weil in dunkel gewachsenem Antisense nur Amyloplasten gefunden werden CDC2b- Es wird erwartet, dass einige der Amyloplasten, die Sämlinge exprimieren, wahrscheinlich auch von Proplastiden in den Keimblättern stammen. Wie oben erwähnt, wäre es interessant herauszufinden, ob dies eine CDC2b-Funktion ist, die von der Zellzyklusregulation unabhängig ist, oder eine indirekte Folge ihrer Rolle bei der Regulierung eines bestimmten Aspekts des Fortschreitens des Zellzyklus bei dunkel gewachsenen Sämlingen.

Beziehung zwischen CDC2b und Pflanzenhormonwirkung

Brassinolide und Gibberelline sind Phytohormone, die die Hypokotylverlängerung wirksam regulieren (von Arnim und Deng, 1996 Chory und Li, 1997). In der Dunkelheit wurden mehrere Mutanten mit einem Kurzhypokotyl-Phänotyp isoliert. Einige dieser Mutanten können durch Zugabe von Brassinolid, dem Endprodukt der Brassinolid-Biosynthese, gerettet werden, und es wurde festgestellt, dass sie bei der Brassinolid-Biosynthese beeinflusst werden (Chory und Li, 1997). Gibberellin-Mutanten haben auch einen Zwergphänotyp (Peng et al., 1997). Obwohl die Anwendung von Gibberellin nur eine sehr geringe Wirkung hatte, kann Brassinolid eine Verlängerung des Hypokotyls des Gibberellins verursachen CDC2b Antisense-Sämlinge in Gegenwart von DEX. Weiterhin Induktion von CDC2b Die Expression von Brassinolid in dunkel gewachsenen Sämlingen zeigt an, dass CDC2b stromabwärts von Brassinolid wirkt. Da Brassinolid den Kurzhypokotyl-Phänotyp von DEX-behandelten transgenen Sämlingen durch Titration der Antisense-RNA jedoch nicht vollständig retten kann, ist Brassinolid möglicherweise nur ein Teil der Kontrolle des Regulationssystems CDC2b Ausdruck. Aus der Beobachtung, dass Brassinolid induziert CDC2b Genexpression nur in der Dunkelheit, kann es einige Regulationswege geben, die es ermöglichen, zu induzieren CDC2b Gen im Licht. Trotzdem scheint dies ein neuartiger Bericht über ein Gen zu sein, dessen Expression durch Brassinolid gesteuert wird. Es wäre interessant zu entdecken, wie CDC2b durch Brassinolid und durch Licht reguliert wird.


SS erkennt die finanzielle Unterstützung an, die im Rahmen des INSPIRE-Programms (Innovation in Science Pursuit for Inspired Research) des Ministeriums für Wissenschaft und Technologie der indischen Regierung erhalten wurde [Bewilligungsnr. DST / INSPIRE Fellowship / 2010 [IF10123]. Die Unterstützung der University Grants Commision (UGC) der indischen Regierung wird anerkannt.

M. Y. Bai, J. X. Shang, E. Oh, M. Fan, Y. Bai, R. Zentella et al. (2012). Brassinosteroid, Gibberellin und Phytochrom treffen auf ein gemeinsames Transkriptionsmodul in Arabidopsis. Nat. Cell Biol. 14, 810–817. doi: 10.1038 / ncb2546

Bajguz, A. (2007). Stoffwechsel von Brassinosteroiden in Pflanzen. Plant Physiol. Biochem. 45, 95–107. doi: 10.1016 / j.plaphy.2007.01.002

Bajguz, A. und Piotrowska-Niczyporuk, A. (2014). Interaktive Wirkung von Brassinosteroiden und Cytokininen auf Wachstum, Chlorophyll-, Monosaccharid- und Proteingehalt in der Grünalge Chlorella vulgaris (Trebouxiophyceae). Plant Physiol. Biochem. 80, 176–183. doi: 10.1016 / j.plaphy.2014.04.009

F. Bao, J. Shen, S. R. Brady, G. K. Muday, T. Asami und Z. Yang (2004). Brassinosteroide interagieren mit Auxin, um die laterale Wurzelentwicklung in zu fördern Arabidopsis. Plant Physiol. 134, 1624–1631. doi: 10.1104 / S. 103.036897

Bar, M., Sharfman, M., Ron, M. und Avni, A. (2010). BAK1 wird für die Abschwächung von Ethylen-induzierenden Xylanase (Eix) -induzierten Abwehrreaktionen durch den Täuschungsrezeptor LeEix1 benötigt. Pflanze J. 63, 791–800. doi: 10.1111 / j.1365-313X.2010.04282.x

Belkhadir, Y. und Jaillais, Y. (2015). Die molekularen Schaltkreise der Brassinosteroid-Signalübertragung. Neues Phytol. 206, 522–540. doi: 10.1111 / nph.13269

Benjamins, R. und Scheres, B. (2008). Auxin: der Schleifenstern in der Pflanzenentwicklung. Annu. Rev. Plant Biol. 59, 443–465. doi: 10.1146 / annurev.arplant.58.032806.103805

Bishop, G. J. und Yokota, T. (2001). Pflanzensteroidhormone, Brassinosteroide: Aktuelle Highlights molekularer Aspekte in Bezug auf Synthese / Metabolismus, Transport, Wahrnehmung und Reaktion. Plant Cell Physiol. 42, 114–120. doi: 10.1093 / pcp / pce018

C. A. Bucherl, G. W. Van Esse, A. Kruis, J. Luchtenberg, A. H. Westphal, J. Aker et al. (2013). Visualisierung von BRI1- und BAK1 (SERK3) -Membranrezeptor-Heterooligomeren während der Brassinosteroid-Signalübertragung. Plant Physiol. 162, 1911–1925. doi: 10.1104 / S. 113.220152

C. S. Buer, P. Sukumar und G. K. Muday (2006). Ethylen moduliert die Flavonoidakkumulation und die gravitropen Reaktionen in Wurzeln von Arabidopsis. Plant Physiol. 140, 1384–1396. doi: 10.1104 / S. 105.075671

M. L. Campos, M. de Almeida, M. L. Rossi, A. P. Martinelli, C. G. L. Junior, A. Figueira et al. (2009). Brassinosteroide interagieren negativ mit Jasmonaten bei der Bildung von anti-pflanzenfressenden Merkmalen in Tomaten. J. Exp. Bot. 60, 4347–4361. doi: 10.1093 / jxb / erp270

A. Cano-Delgado, Y. Yin, C. Yu, D. Vafeados, S. Mora-Garcia, J. C. Cheng et al. (2004). BRL1 und BRL3 sind neuartige Brassinosteroidrezeptoren, die bei der Gefäßdifferenzierung in Arabidopsis. Entwicklung 131, 5341–5351. doi: 10.1242 / dev.01403

T. Ceserani, A. Trofka, N. Gandotra und T. Nelson (2009). Die VH1 / BRL2-Rezeptor-ähnliche Kinase interagiert mit den vaskularspezifischen Adapterproteinen VIT und VIK, um die Blattvenation zu beeinflussen. Pflanze J. 57, 1000–1014. doi: 10.1111 / j.1365-313X.2008.03742.x

Chaiwanon, J. und Wang, Z. Y. (2015). Raum-zeitliche Brassinosteroid-Signalübertragung und Antagonismus mit Auxin-Muster-Stammzelldynamik in Arabidopsis Wurzeln. Curr. Biol. 25, 1031–1042. doi: 10.1016 / j.cub.2015.02.046

Choe, S. (2007). "Brassinosteroid Biosynthese und Stoffwechsel", in Pflanzenhormone: Biosynthese, Signaltransduktion, Wirkung, ed. P. J. Davies (Dordrecht: Kluwer Academic Publishers), 156–178.

Choe, S., Fujioka, S., Noguchi, T., Takatsuto, S., Yoshida, S. und Feldmann, K. A. (2001). Die Überexpression von DWARF4 im Brassinosteroid-Biosyntheseweg führt zu einem erhöhten vegetativen Wachstum und Samenertrag in Arabidopsis. Pflanze J. 26, 573–582. doi: 10.1046 / j.1365-313x.2001.01055.x

S. P. Choudhary, R. Bhardwaj, B. D. Gupta, P. Dutt, R. K. Gupta, S. Biondid et al. (2010). Epibrassinolid induziert Änderungen der Indol-3-Essigsäure-, Abscisinsäure- und Polyaminkonzentrationen und erhöht das Antioxidationspotential von Rettichsämlingen unter Kupferstress. Physiol. Pflanze. 140, 280–296. doi: 10.1111 / j.1399-3054.2010.01403.x

S. P. Choudhary, H. V. Oral, R. Bhardwaj, J. Yu und L. P. Tran (2012a). Die Wechselwirkung von Brassinosteroiden und Polyamin erhöht die Kupferstresstoleranz in Raphanus sativus. J. Exp. Bot. 63, 5659–5670. doi: 10.1093 / jxb / ers219

S. P. Choudhary, J. Q. Yu, K. Yamaguchi-Shinozaki, K. Shinozaki und L. S. Tran (2012b). Vorteile von Brassinosteroid-Übersprechen. Trends Plant Sci. 17, 594–605. doi: 10.1016 / j.tplants.2012.05.012

Chung, Y. und Choe, S. (2013). Die Regulation der Brassinosteroid-Biosynthese in Arabidopsis. Krit. Rev. Plant Sci. 32, 396–410. doi: 10.1080 / 07352689.2013.797856

Y. Chung, P. M. Maharjan, O. Lee, S. Fujioka, S. Jang, B. Kim et al. (2011). Auxin stimuliert die DWARF4-Expression und die Brassinosteroid-Biosynthese in Arabidopsis. Pflanze J. 66, 564–578. doi: 10.1111 / j.1365-313X.2011.04513.x

Clarke, S. M., Cristescu, S. M., Miersch, O., Harren, F. J., Wasternack, C. und Mur, L. A. (2009). Jasmonate wirken mit Salicylsäure, um eine basale Thermotoleranz zu verleihen Arabidopsis thaliana. Neues Phytol. 182, 175–187. doi: 10.1111 / j.1469-8137.2008.02735.x

Clarke, S. M., Mur, L. A., Wood, J. E. und Scott, I. M. (2004). Salicylsäure-abhängige Signalübertragung fördert die basale Thermotoleranz, ist jedoch für die erworbene Thermotoleranz in nicht wesentlich Arabidopsis thaliana. Pflanze J. 38, 432–447. doi: 10.1111 / j.1365-313X.2004.02054.x

Clouse, S. D. (2011). Brassinosteroid-Signaltransduktion: von der Aktivierung der Rezeptorkinase zu Transkriptionsnetzwerken, die die Pflanzenentwicklung regulieren. Pflanzenzelle 23, 1219–1230. doi: 10.1105 / tpc.111.084475

Clouse, S. D. und Sasse, J. M. (1998). Brassinosteroide: wesentliche Regulatoren des Pflanzenwachstums und der Pflanzenentwicklung. Annu. Rev. Plant Physiol. Mol. Biol. 49, 427–451. doi: 10.1146 / annurev.arplant.49.1.427

Z. Deng, X. Zhang, W. Tang, J. A. Oses-Prieto, N. Suzuki, J. M. Gendron et al. (2007). Eine Proteomik-Studie zur Brassinosteroid-Reaktion in Arabidopsis. Mol. Zelle. Proteomics 6, 2058–2071. doi: 10.1074 / mcp.M700123-MCP200

Deslauriers, S. D. und Larsen, P. B. (2010). FERONIA ist ein Schlüsselmodulator für die Reaktionsfähigkeit von Brassinosteroid und Ethylen in Arabidopsis Hypokotyle. Mol. Pflanze 3, 626–640. doi: 10.1093 / mp / ssq015

D. De Vleesschauwer, E. Van Buyten, K. Satoh, J. Balidion, R. Mauleon, I. R. Choi et al. (2012). Brassinosteroide wirken der Gibberellin- und Salicylat-vermittelten Wurzelimmunität in Reis entgegen. Plant Physiol. 158, 1833–1846. doi: 10.1104 / S. 112.193672

Divi, U. K. und Krishna, P. (2009). Brassinosteroid: ein biotechnologisches Ziel zur Verbesserung des Ernteertrags und der Stresstoleranz. N. Biotechnol. 26, 131–136. doi: 10.1016 / j.nbt.2009.07.006

Divi, U. K., Rahman, T. und Krishna, P. (2010). Forschungsartikel Brassinosteroid-vermittelte Stresstoleranz in Arabidopsis zeigt Wechselwirkungen mit Abscisinsäure-, Ethylen- und Salicylsäurewegen. BMC Plant Biol. 10: 151. doi: 10.1186 / 1471-2229-10-151

Divi, U. K., Rahman, T. und Krishna, P. (2015). Genexpression und Funktionsanalysen bei Brassinosteroid-vermittelter Stresstoleranz. Plant Biotechnol. J. J. doi: 10.1111 / pbi.12396 [Epub vor Druck].

Du, H., Liu, H. und Xiong, L. (2013). Endogene Auxin- und Jasmonsäurespiegel werden durch abiotischen Stress in Reis unterschiedlich moduliert. Vorderseite. Plant Sci. 4: 397. doi: 10.3389 / fpls.2013.00397

H. Ehsan, W. K. Ray, B. Phinney, X. Wang, S. C. Huber und S. D. Clouse (2005). Interaktion von Arabidopsis BRASSINOSTEROID-INSENSITIVE 1-Rezeptorkinase mit einem Homologen des mit dem TGF-beta-Rezeptor interagierenden Säugerproteins. Pflanze J. 43, 251–261. doi: 10.1111 / j.1365-313X.2005.02448.x

J. M. Escobar-Restrepo, N. Huck, S. Kessler, V. Gagliardini, J. Gheyselinck, W. C. Yang et al. (2007). Die FERONIA-Rezeptor-ähnliche Kinase vermittelt männlich-weibliche Wechselwirkungen während der Aufnahme von Pollenröhrchen. Wissenschaft 317, 656–660. doi: 10.1126 / science.1143562

N. Fàbregas und A. I. Caño-Delgado (2014). Einschalten des Mikroskoprevolvers: Eine neue Sichtweise für die Untersuchung der Brassinosteroid-Signalübertragung in der Pflanzenentwicklung. Physiol. Pflanze. 151, 172–183. doi: 10.1111 / ppl.12130

Fan, X. Y., Sun, Y., Cao, D. M., Bai, M. Y., Luo, X. M., Yang, H. J., et al. (2012). BZS1, ein B-Box-Protein, fördert die Photomorphogenese stromabwärts von sowohl Brassinosteroid- als auch Lichtsignalwegen. Mol. Pflanze 5, 591–600. doi: 10.1093 / mp / sss041

R. Finkelstein, W. Reeves, T. Ariizumi und C. Steber (2008). Molekulare Aspekte der Samenruhe. Annu. Rev. Plant Biol. 59, 387–415. doi: 10.1146 / annurev.arplant.59.032607.092740

Friml, J. und Palme, K. (2002). Polarer Auxintransport - alte Fragen und neue Konzepte? Plant Mol. Biol. 49, 273–284. doi: 10.1023 / A: 1015248926412

Fujioka, S., Noguchi, T., Yokota, T., Takatsuto, S. und Yoshida, S. (1998). Brassinosteroide in Arabidopsis thaliana. Phytochemie 48, 595–599. doi: 10.1016 / S0031-9422 (98) 00065-X

Fujioka, S. und Yokota, T. (2003). Biosynthese und Metabolismus von Brassinosteroiden. Annu. Rev. Plant Biol. 54, 137–164. doi: 10.1146 / annurev.arplant.54.031902.134921

J. Gallego-Bartolomé, E. G. Mingueta, F. Grau-Enguixa, M. Abbasa, A. Locascioa, S. G. Thomas et al. (2012). Molekularer Mechanismus für die Wechselwirkung zwischen Gibberellin- und Brassinosteroid-Signalwegen in Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 109, 13446–13451. doi: 10.1073 / pnas.1119992109

M. D. Grove, G. F. Spencer, W. K. Rohwedder, N. Mandava, J. F. Worley, J. D. J. Warthen et al. (1979). Brassinolid, ein pflanzenwachstumsförderndes Steroid, isoliert aus Brassica napus Pollen. Natur 281, 216–217. doi: 10.1038 / 281216a0

Gruszka, D. (2013). Der Brassinosteroid-Signalweg - neue Schlüsselakteure und Verbindungen mit anderen Signalnetzwerken, die für die Pflanzenentwicklung und die Stresstoleranz von entscheidender Bedeutung sind. Int. J. Mol. Sci. 14, 8740–8774. doi: 10.3390 / ijms14058740

Gudesblat, G. E. und Russinova, E. (2011). Pflanzen wachsen auf Brassinosteroiden. Curr. Meinung. Plant Biol. 14, 530–537. doi: 10.1016 / j.pbi.2011.05.004

Guo, D., Gao, X., Li, H., Zhang, T., Chen, G., Huang, P., et al. (2008). EGY1 spielt eine Rolle bei der Regulierung der Größe und Anzahl der endodermalen Plastiden, die am ethylenabhängigen Gravitropismus von Lichtgewachsenen beteiligt sind Arabidopsis Hypokotyle. Plant Mol. Biol. 66, 345–360. doi: 10.1007 / s11103-007-9273-5

Guo, H., Li, L., Aluru, M., Aluru, S. und Yin, Y. (2013). Mechanismen und Netzwerke für die Brassinosteroid-regulierte Genexpression. Curr. Meinung. Plant Biol. 16, 545–553. doi: 10.1016 / j.pbi.2013.08.002

Guo, H., Li, L., Ye, H., Yu, X., Algreen, A. und Yin, Y. (2009). Drei verwandte Rezeptor-ähnliche Kinasen sind für eine optimale Zellverlängerung in erforderlich Arabidopsis thaliana. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 106, 7648–7653. doi: 10.1073 / pnas.0812346106

Y. Hacham, N. Holland, C. Butterfield, S. Ubeda-Tomas, M. J. Bennett, J. Chory et al. (2011). Die Wahrnehmung von Brassinosteroid in der Epidermis steuert die Größe des Wurzelmeristems. Entwicklung 138, 839–848. doi: 10.1242 / dev.061804

Y. Hacham, A. Sela, L. Friedlander und S. Savaldi-Goldstein (2012). Die BRI1-Aktivität im Wurzelmeristem beinhaltet die posttranskriptionelle Regulation von PIN-Auxin-Eux-Trägern. Pflanzensignal. Behav. 7, 68–70. doi: 10.4161 / psb.7.1.18657

Hansen, M., Chae, H. S. und Kieber, J. J. (2009). Regulation der ACS-Proteinstabilität durch Cytokinin und Brassinosteroid. Pflanze J. 57, 606–614. doi: 10.1111 / j.1365-313X.2008.03711.x

Hao, J., Yin, Y. und Fei, S. (2013). Brassinosteroid-Signalnetzwerk: Auswirkungen auf Ertrag und Stresstoleranz. Plant Cell Rep. 32, 1017–1030. doi: 10.1007 / s00299-013-1438-x

Hao, Y., Oh, E., Choic, G., Lianga, Z. und Wang, Z. Y. (2012). Wechselwirkungen zwischen HLH- und bHLH-Faktoren modulieren die lichtregulierte Pflanzenentwicklung. Mol. Pflanze 5, 688–697. doi: 10.1093 / mp / sss011

Harrison, B. R. und Masson, P. H. (2008). ARL2, ARG1 und PIN3 definieren einen Schwerkraftsignaltransduktionsweg in Wurzelstatozyten. Pflanze J. 53, 380–392. doi: 10.1111 / j.1365-313X.2007.03351.x

Er, J. X., Gendron, J. M., Sun, Y., Gampala, S. S., Gendron, N., Sun, C. Q., et al. (2005). BZR1 ist ein Transkriptionsrepressor mit doppelter Rolle bei der Homöostase und den Wachstumsreaktionen von Brassinosteroid. Wissenschaft 307, 1634–1638. doi: 10.1126 / science.1107580

M. Hothorn, Y. Belkhadir, M. Dreux, T. Dabi, J. P. Noel, I. A. Wilson et al. (2011). Strukturelle Basis der Steroidhormonwahrnehmung durch die Rezeptorkinase BRI1. Natur 474, 467–472. doi: 10.1038 / nature10153

Hu, M., Luo, M., Xiao, Y., Li, X., Tan, K., Hou, L., et al. (2011). Brassinosteroide und Auxin regulieren die DELLA-Gene bei der Faserinitiierung und -verlängerung von Baumwolle herunter. Agric. Sci. China 10, 1168–1176. doi: 10.1016 / S1671-2927 (11) 60107-7

Hu, Y. und Yu, D. (2014). BRASSINOSTEROID INSENSITIVE2 interagiert mit ABSCISIC ACID INSENSITIVE5, um den Antagonismus von Brassinosteroiden gegen Abscisinsäure während der Samenkeimung in zu vermitteln Arabidopsis. Pflanzenzelle 26, 4394–4408. doi: 10.1105 / tpc.114.130849

N. Huck, J. M. Moore, M. Federer und U. Grossniklaus (2003). Das Arabidopsis Die mutierte Feronie stört die weibliche gametophytische Kontrolle der Pollenröhrenrezeption. Entwicklung 130, 2149–2159. doi: 10.1242 / dev.00458

S. Husar, F. Berthiller, S. Fujioka, W. Rozhon, M. Khan, F. Kalaivanan et al. (2011). Die Überexpression des UGT73C6 verändert die Bildung von Brassinosteroidglucosid in Arabidopsis thaliana. BMC Plant Biol. 11:51. doi: 10.1186 / 1471-2229-11-51

N. Ikekawa und Y. J. Zhao (1991). "Anwendung von 24-Epibrassinolid in der Landwirtschaft", in Brassinosteroids: Chemistry, Bioactivity, and Applications, eds H. G. Cutler, T. Yokota, and G. Sadam (Washington, DC: In ACS Symposium Series, American Chemical Society), 280–291.

Jaillais, Y., Hothorn, M., Belkhadir, Y., Dabi, T., Nimchuk, Z. L., Meyerowitz, E. M., et al. (2011). Tyrosine phosphorylation controls brassinosteroid receptor activation by triggering membrane release of its kinase inhibitor. Genes Dev. 25, 232–237. doi: 10.1101/gad.2001911

Je, B. I., Piao, H. L., Park, S. J., Park, S. H., Kim, C. M., Xuan, Y. H., et al. (2010). RAV-Like1 maintains brassinosteroid homeostasis via the coordinated activation of BRI1 and biosynthetic genes in rice. Plant Cell 221, 1777–1791. doi: 10.1105/tpc.109.069575

Joo, S. H., Jang, M. S., Kim, M. K., Lee, J. E., and Kim, S. K. (2015). Biosynthetic relationship between C28-brassinosteroids and C29-brassinosteroids in rice (Oryza sativa) seedlings. Phytochemistry 111, 84–90. doi: 10.1016/j.phytochem.2014.11.006

Kerr, I., Carrier, D., and Twycross, J. (2011). “Hormone transport,” in The Plant Plasma Membrane, eds A. S. Murphy, B. Schulz, and W. Peer (Berlin: Springer), 379–397.

Kim, B. K., Fujioka, S., Takatsuto, S., Tsujimoto, M., and Choe, S. (2008). Castasterone is a likely end product of brassinosteroid biosynthetic pathway in rice. Biochem. Biophys. Res. Commun. 374, 614–619. doi: 10.1016/j.bbrc.2008.07.073

Kim, T. W., Guan, S., Burlingame, A. L., and Wang, Z. Y. (2011). The CDG1 kinase mediates brassinosteroid signal transduction from BRI1 receptor kinase to BSU1 phosphatase and GSK3-like kinase BIN2. Mol. Cell 43, 561–571. doi: 10.1016/j.molcel.2011.05.037

Kim, T. W., Lee, S. M., Joo, S. H., Yun, H. S., Lee, Y., Kaufman, P. B., et al. (2007). Elongation and gravitropic responses of Arabidopsis roots are regulated by brassinolide and IAA. Plant Cell Environ. 30, 679–689. doi: 10.1111/j.1365-3040.2007.01659.x

Kim, T. W., and Wang, Z. Y. (2010). Brassinosteroid signal transduction from receptor kinases to transcription factors. Annu. Rev. Plant Biol. 61, 681–704. doi: 10.1146/annurev.arplant.043008.092057

Kissoudis, C., Wiel, C., Visser, R. G. F., and Linden, G. (2014). Enhancing crop resilience to combined abiotic and biotic stress through the dissection of physiological and molecular crosstalk. Front. Plant Sci. 5:207. doi: 10.3389/fpls.2014.00207

Kitanaga, Y., Jian, C., Hasegawa, M., Yazaki, J., Kishimoto, N., Kikuchi, S., et al. (2006). Sequential regulation of gibberellin, brassinosteroid, and jasmonic acid biosynthesis occurs in rice coleoptiles to control the transcript levels of anti-microbial thionin genes. Biosci. Biotechnol. Biochem. 70, 2410–2419. doi: 10.1271/bbb.60145

Kuznetsov, V. V., Stetsenko, L. A., and Shevyakova, N. I. (2009). Exogenous cadaverine induces oxidative burst and reduces cadaverine conjugate content in the common ice plant. J. Plant Physiol. 166, 40–51. doi: 10.1016/j.jplph.2008.01.010

Lanza, M., Garcia-Ponce, B., Castrillo, G., Catarecha, P., Sauer, M., Rodriguez-Serrano, M., et al. (2012). Role of actin cytoskeleton in brassinosteroid signaling and in its integration with the auxin response in plants. Dev. Cell 22, 1275–1285. doi: 10.1016/j.devcel.2012.04.008

Larkindale, J., Hall, J. D., Knight, M. R., and Vierling, E. (2005). Heat stress phenotypes of Arabidopsis mutants implicate multiple signaling pathways in the acquisition of thermotolerance. Plant Physiol. 138, 882–897. doi: 10.1104/pp.105.062257

Lee, M. W., Qi, M., and Yang, Y. O. (2001). A novel jasmonic acid-inducible rice myb gene associates with fungal infection and host cell death. Mol. Plant Microbe Interact. 14, 527–535. doi: 10.1094/MPMI.2001.14.4.527

Lemmon, M. A., and Schlessinger, J. (2010). Cell signaling by receptor tyrosine kinases. Cell 141, 1117–1134. doi: 10.1016/j.cell.2010.06.011

Li, J., and Chory, J. (1999). Brassinosteroid actions in plants. J. Exp. Bot. 50, 275–282. doi: 10.1093/jxb/50.332.275

Li, J., Mo, X., Wang, J., Chen, N., Fan, H., Dai, C., et al. (2009). BREVIS RADIX is involved in cytokinin-mediated inhibition of lateral root initiation in Arabidopsis. Planta 229, 593–603. doi: 10.1007/s00425-008-0854-6

Li, J., Wen, J., Lease, K. A., Doke, J. T., Tax, F. E., and Walke, J. C. (2002). BAK1, an Arabidopsis LRR receptor-like protein kinase, interacts with BRI1 and modulates brassinosteroid signaling. Cell 110, 213–222. doi: 10.1016/S0092-8674(02)00812-7

Li, L., Ye, H., Guo, H., and Yin, Y. (2010). Arabidopsis IWS1 interacts with transcription factor BES1 and is involved in plant steroid hormone brassinosteroid regulated gene expression. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 3918–3923. doi: 10.1073/pnas.0909198107

Li, Q. F., and He, J. X. (2013). Mechanisms of signaling crosstalk between brassinosteroids and gibberellins. Plant Signal. Behav. 8, e24686. doi: 10.4161/psb.24686

Li, Q. F., Wang, C., Jiang, L., Li, S., Sun, S. S., and He, J. X. (2012a). An interaction between BZR1 and DELLAs mediates direct signaling crosstalk between brassinosteroids and gibberellins in Arabidopsis. Sci. Signal. 5, ra72. doi: 10.1126/scisignal.2002908

Li, Z. Y., Xu, Z. S., He, G. Y., Yang, G. X., Chen, M., Li, L. C., et al. (2012b). A mutation in Arabidopsis BSK5 encoding a brassinosteroid-signaling kinase protein affects responses to salinity and abscisic acid. Biochem. Biophys. Res. Commun. 4, 522–527. doi: 10.1016/j.bbrc.2012.08.118

Liu, J., Rowe, J., and Lindsey, K. (2014). Hormonal crosstalk for root development: a combined experimental and modeling perspective. Front. Plant Sci. 5:116. doi: 10.3389/fpls.2014.00116

Liu, J. H., and Moriguchi, T. (2007). Changes in free polyamine titers and expression of polyamine biosynthetic genes during growth of peach in vitro callus. Plant Cell Rep. 26, 125–131. doi: 10.1007/s00299-006-0223-5

Luo, X. M., Lin, W. H., Zhu, S., Zhu, J. Y., Sun, Y., Fan, X. Y., et al. (2010). Integration of light and brassinosteroid signaling pathways by a GATA transcription factor in Arabidopsis. Dev. Cell 19, 872–883. doi: 10.1016/j.devcel.2010.10.023

Macho, A. P., Lozano-Durán, R., and Zipfel, C. (2015). Importance of tyrosine phosphorylation in receptor kinase complexes. Trends Plant Sci. 20, 269–272. doi: 10.1016/j.tplants.2015.02.005

Maharjan, P. M., and Choe, S. (2011). High temperature stimulates DWARF4 (DWF4) expression to increase hypocotyle elongation in Arabidopsis. J. Plant Biol. 54, 425–429. doi: 10.1007/s12374-011-9183-6

Maharjan, P. M., Schulz, B., and Choe, S. (2011). BIN2/DWF12 antagonistically transduces brassinosteroid and auxin signals in the roots of Arabidopsis. J. Plant Biol. 54, 126–134. doi: 10.1007/s12374-010-9138-3

Markovic-Housley, Z., Degano, M., Lamba, D., von Roepenack-Lahaye, E., Clemens, S., Susani, M., et al. (2003). Crystal structure of a hypoallergenic isoform of the major birch pollen allergen Bet v 1 and its likely biological function as a plant steroid carrier. J. Mol. Biol. 325, 123–133.

Marsolais, F., Boyd, J., Paredes, Y., Schinas, A. M., Garcia, M., Elzein, S., et al. (2007). Molecular and biochemical characterization of two brassinosteroid sulfotransferases from Arabidopsis, AtST4a (At2g14920) and AtST1 (At2g03760). Planta 225, 1233–1244. doi: 10.1007/s00425-006-0413-y

Mei, C., Qi, M., Sheng, G., and Yang, Y. (2006). Inducible overexpression of a rice allene oxide synthase gene increases the endogenous jasmonic acid level, PR gene expression, and host resistance to fungal infection. Mol. Plant Microbe Interact. 19, 1127–1137. doi: 10.1094/MPMI-19-1127

Mouchel, C. F., Osmont, K. S., and Hardtke, C. S. (2006). BRX mediates feedback between brassinosteroid and auxin signalling in root growth. Nature 443, 458–461. doi: 10.1038/nature05130

Muday, G. K., Rahman, A., and Binder, B. M. (2012). Auxin and ethylene: collaborators or competitors? Trends Plant Sci. 17, 181–195. doi: 10.1016/j.tplants.2012.02.001

Nahar, K., Kyndt, T., Hause, B., Hofte, M., and Gheysen, G. (2013). Brassinosteroids suppress rice defense against root-knot nematodes through antagonism with the jasmonate pathway. Mol. Plant Microbe Interact. 26, 106–115. doi: 10.1094/MPMI-05-12-0108-FI

Nakamura, A., Nakajima, N., Goda, H., Shimada, Y., Hayashi, K., Nozaki, H., et al. (2006). Arabidopsis Aux/IAA genes are involved in brassinosteroid-mediated growth responses in a manner dependent on organ type. Plant J. 45, 193–205. doi: 10.1111/j.1365-313X.2005.02582.x

Nakashita, H., Yasuda, M., Nitta, T., Asami, T., Fujioka, S., Arai, Y., et al. (2003). Brassinosteroid functions in a broad range of disease resistance in tobacco and rice. Plant J. 33, 887–898. doi: 10.1046/j.1365-313X.2003.01675.x

Nam, K. H., and Li, J. (2002). BRI1/BAK1, a receptor kinase pair mediating brassinosteroid signaling. Cell 110, 203–212. doi: 10.1016/S0092-8674(02)00814-0

Nemhauser, J. L., Hong, F., and Chory, J. (2006). Different plant hormones regulate similar processes through largely nonoverlapping transcriptional responses. Cell 126, 467–475. doi: 10.1016/j.cell.2006.05.050

Nemhauser, J. L., Mockler, T. C., and Chory, J. (2004). Interdependency of brassinosteroid and auxin signaling in Arabidopsis. PLoS Biol. 2:e258. doi: 10.1371/journal.pbio.0020258

Noh, B., Lee, S. H., Kim, H. J., Yi, G., Shin, E. A., Lee, M., et al. (2004). Divergent roles of a pair of homologous jumonji/zinc-finger-class transcription factor proteins in the regulation of Arabidopsis flowering time. Plant Cell 16, 2601–2613. doi: 10.1105/tpc.104.025353

Oh, E., Zhu, J. Y., and Wang, Z. Y. (2012). Interaction between BZR1 and PIF4 integrates brassinosteroid and environmental responses. Nat. Cell Biol. 14, 802–809. doi: 10.1038/ncb2545

Oh, M. H., Wang, X., Kota, U., Goshe, M. B., Clouse, S. D., and Huber, S. C. (2009). Tyrosine phosphorylation of the BRI1 receptor kinase emerges as a component of brassinosteroid signaling in Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 658–663. doi: 10.1073/pnas.0810249106

Ohnishi, S. T., Godza, B., Watanabe, B., Fujioka, S., Hategan, L., Ide, K., et al. (2012). CYP90A1/CPD, a brassinosteroid biosynthetic cytochrome P450 of Arabidopsis, catalyzes C-3 oxidation. J. Biol. Chem. 287, 31551–31560. doi: 10.1074/jbc.M112.392720

Peleg, Z., Reguera, M., Tumimbang, E., Walia, H., and Blumwald, E. (2011). Cytokinin-mediated source/sink modifications improve drought tolerance and increase grain yield in rice under water-stress. Plant Biotechnol. J. 9, 747–758. doi: 10.1111/j.1467-7652.2010.00584.x

Piotrowska, A., and Bajguz, A. (2011). Conjugates of abscisic acid, brassinosteroids, ethylene, gibberellins, and jasmonates. Phytochemistry 72, 2097–2112. doi: 10.1016/j.phytochem.2011.08.012

Polko, J. K., Pierik, R. F., Zanten, M. V., Tarkowská, D., Strnad, M., Voesenek, L. A. C. J., et al. (2012). Ethylene promotes hyponastic growth through interaction with ROTUNDIFOLIA3/CYP90C1 in Arabidopsis. J. Exp. Bot. 64, 613–624. doi: 10.1093/jxb/ers356

Poppenberger, B., Fujioka, S., Soeno, K., George, G. L., Vaistij, F. E., Hiranuma, S., et al. (2005). The UGT73C5 of Arabidopsis thaliana glucosylates brassinosteroids. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, 15253–15258. doi: 10.1073/pnas.0504279102

Poppenberger, B., Rozhon, W., Khan, M., Husar, S., Adam, G., Luschnig, C., et al. (2011). CESTA, a positive regulator of brassinosteroid biosynthesis. EMBO J. 30, 1149–1161. doi: 10.1038/emboj.2011.35

Ren, C., Han, C., Peng, W., Huang, Y., Peng, Z., Xiong, X., et al. (2009). A leaky mutation in DWARF4 reveals an antagonistic role of brassinosteroid in the inhibition of root growth by jasmonate in Arabidopsis. Plant Physiol. 151, 1412–1420. doi: 10.1104/pp.109.140202

Roh, H., Jeong, C. W., Fujioka, S., Kim, Y. K., Lee, S., Ahn, J. H., et al. (2012). Genetic evidence for the reduction of brassinosteroid levels by a BAHD acyltransferase-like protein in Arabidopsis. Plant Physiol. 159, 696–709. doi: 10.1104/pp.112.197202

Ryu, H., Cho, H., Bae, W., and Hwang, I. (2014). Control of early seedling development by BES1/TPL/HDA19-mediated epigenetic regulation of ABI3. Nat. Commun. 5, 4138. doi: 10.1038/ncomms5138

Saini, S., Sharma, I., Kaur, N., and Pati, P. K. (2013). Auxin: a master regulator in plant root development. Plant Cell Rep. 32, 741–757. doi: 10.1007/s00299-013-1430-5

Sakamoto, T., Morinaka, Y., Inukai, Y., Kitano, H., and Fujioka, S. (2013). Auxin signal transcription factor regulates expression of the brassinosteroid receptor gene in rice. Plant J. 73, 676–688. doi: 10.1111/tpj.12071

Santiago, J., Henzler, C., and Hothorn, M. (2013). Molecular mechanism for plant steroid receptor activation by somatic embryogenesis co-receptor kinases. Science 341, 889–892. doi: 10.1126/science.1242468

Schneider, K., Breuer, C., Kawamura, A., Jikumaru, Y., Hanada, A., Fujioka, S., et al. (2012). Arabidopsis PIZZA has the capacity to acylate brassinosteroids. PLoS ONE 7:e46805. doi: 10.1371/journal.pone.0046805

Sharma, I., Bhardwaj, R., and Pati, P. K. (2015). Exogenous application of 28-Homobrassinolide modulates the dynamics of salt and pesticides induced stress responses in an elite rice variety Pusa Basmati-1. J. Plant Growth Regul. 34, 509–518. doi: 10.1007/s00344-015-9486-9

Sharma, I., Ching, E., Saini, S., Bhardwaj, R., and Pati, P. K. (2013). Exogenous application of brassinosteroid offers tolerance to salinity by altering stress responses in rice variety Pusa Basmati-1. Plant Physiol. Biochem. 69, 17–26. doi: 10.1016/j.plaphy.2013.04.013

She, J., Han, Z., Kim, T. W., Wang, J., Cheng, W., Chang, J., et al. (2011). Structural insight into brassinosteroid perception by BRI1. Nature 474, 472–476. doi: 10.1038/nature10178

She, J., Han, Z., Zhou, B., and Chai, J. (2013). Structural basis for differential recognition of brassinolide by its receptors. Protein Cell 4, 475–482. doi: 10.1007/s13238-013-3027-8

Shibasaki, K., Uemura, M., Tsurumi, S., and Rahman, A. (2009). Auxin response in Arabidopsis under cold stress: underlying molecular mechanisms. Plant Cell 21, 3823–3838. doi: 10.1105/tpc.109.069906

Sreeramulu, S., Mostizky, Y., Sunitha, S., Shani, E., Nahum, H., Salomon, D., et al. (2013). BSKs are partially redundant positive regulators of brassinosteroid signaling in Arabidopsis. Plant J. 74, 905–919. doi: 10.1111/tpj.12175

Steber, C. M., and McCourt, P. (2001). A role for brassinosteroids in germination in Arabidopsis. Plant Physiol. 125, 763–769. doi: 10.1104/pp.125.2.763

Sukumar, P., Edwards, K. S., Rahman, A., DeLong, A., Gloria, K., and Muday, G. K. (2009). PINOID kinase regulates root gravitropism through modulation of PIN2-dependent basipetal auxin transport in Arabidopsis. Plant Physiol. 150, 722–735. doi: 10.1104/pp.108.131607

Sun, Y., Fan, X. Y., Cao, D. M., Tang, W., He, K., Zhu, J. Y., et al. (2010). Integration of brassinosteroid signal transduction with the transcription network for plant growth regulation in Arabidopsis. Dev. Cell 19, 765–777. doi: 10.1016/j.devcel.2010.10.010

Sun, Y., Han, Z., Tang, J., Hu, Z., Chai, C., Zhou, B., et al. (2013). Structure reveals that BAK1 as a co-receptor recognizes the BRI1-bound brassinolide. Cell Res. 23, 1326–1329. doi: 10.1038/cr.2013.131

Symons, G. M., Ross, J. J., Jager, C. E., and Reid, J. B. (2008). Brassinosteroid transport. J. Exp. Bot. 59, 17–24. doi: 10.1093/jxb/erm098

Takahashi, T., and Kakehi, J. I. (2010). Polyamines: ubiquitous polycations with unique roles in growth and stress responses. Ann. Bot. 105, 1–6. doi: 10.1093/aob/mcp259

Tanaka, K., Asami, T., Yoshida, S., Nakamura, Y., Matsuo, T., and Okamoto, S. (2005). Brassinosteroid homeostasis in Arabidopsis is ensured by feedback expressions of multiple genes involved in its metabolism. Plant Physiol. 138, 1117–1125. doi: 10.1104/pp.104.058040

Tanaka, K., Nakamura, Y., Asami, T., Yoshida, S., Matsuo, T., and Okamoto, S. (2003). Physiological roles of brassinosteroids in early growth of Arabidopsis: brassinosteroids have a synergistic relationship with gibberellin as well as auxin in light-grown hypocotyl elongation. J. Plant Growth Regul. 22, 259–271. doi: 10.1007/s00344-003-0119-3

Tang, W., Kim, T. W., Oses-Prieto, J. A., Sun, Y., Deng, Z., Zhu, S., et al. (2008). Brassinosteroid-Signaling Kinases (BSKs) mediate signal transduction from the receptor kinase BRI1 in Arabidopsis. Science 321, 557–560. doi: 10.1126/science.1156973

Tang, W., Yuan, M., Wang, R., Yang, Y., Wang, C., Oses-Prieto, J. A., et al. (2011). PP2A activates brassinosteroid-responsive gene expression and plant growth by dephosphorylating BZR1. Nat. Cell Biol. 13, 124–131. doi: 10.1038/ncb2151

Tong, H., Xiao, Y., Liu, D., Gao, S., Liu, L., Yin, Y., et al. (2014). Brassinosteroid regulates cell elongation by modulating gibberellin metabolism in rice. Plant Cell 26, 4376–4393. doi: 10.1105/tpc.114.132092

Vandenbussche, F., Callebert, P., Zadnikova, P., Benkova, E., and Van Der Straeten, D. (2013). Brassinosteroid control of shoot gravitropism interacts with ethylene and depends on auxin signaling components. Am. J. Bot. 100, 215–225. doi: 10.3732/ajb.1200264

Vercruyssen, L., Gonzalez, N., Werner, T., Schmülling, T., and Inzé, D. (2011). Combining enhanced root and shoot growth reveals cross talk between pathways that control plant organ size in Arabidopsis. Plant Physiol. 155, 1339–1352. doi: 10.1104/pp.110.167049

Vert, G., Walcher, C. L., Chory, J., and Nemhauser, J. L. (2008). Integration of auxin and brassinosteroid pathways by Auxin Response Factor 2. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 9829–9834. doi: 10.1073/pnas.0803996105

Vilarrasa-Blasi, J., González-García, M. P., Frigola, D., Fàbregas, N., Alexiou, K. G., López-Bigas, N., et al. (2014). Regulation of plant stem cell quiescence by a brassinosteroid signaling module. Dev. Cell 14, 36–47. doi: 10.1016/j.devcel.2014.05.020

Vriet, C., Russinova, E., and Reuzeau, C. (2013). From squalene to brassinolide: the steroid metabolic and signaling pathways across the plant kingdom. Mol. Plant 6, 1738–1757. doi: 10.1093/mp/sst096

Wang, H., Nagegowda, D. A., Rawat, R., Bouvier-Nave, P., Guo, D., Bach, T. J., et al. (2012a). Overexpression of Brassica juncea wild-type and mutant HMG-CoA synthase 1 in Arabidopsis upregulates genes in sterol biosynthesis and enhances sterol production and stress tolerance. Plant Biotechnol. J. 10, 31–42. doi: 10.1111/j.1467-7652.2011.00631.x

Wang, Z. Y., Bai, M. Y., Oh, E., and Zhu, J. Y. (2012b). Brassinosteroid signaling network and regulation of photomorphogenesis. Annu. Rev. Genet. 46, 701–724. doi: 10.1146/annurev-genet-102209-163450

Wang, H., Yang, C., Zhang, C., Wang, N., Lu, D., Wang, J., et al. (2011). Dual role of BKI1 and 14-3-3 s in brassinosteroid signaling to link receptor with transcription factors. Dev. Cell 21, 825–834. doi: 10.1016/j.devcel.2011.08.018

Wang, H., Zhu, Y., Fujioka, S., Asami, T., Li, J., and Li, J. (2009). Regulation of Arabidopsis brassinosteroid signaling by atypical basic helix–loop–helix proteins. Plant Cell 21, 3781–3791. doi: 10.1105/tpc.109.072504

Wang, X., Chen, J., Xie, Z., Liu, S., Nolan, T., Ye, H., et al. (2014). Histone lysine methyltransferase SDG8 Is involved in brassinosteroid-regulated gene expression in Arabidopsis thaliana. Mol. Plant 7, 1303–1315. doi: 10.1093/mp/ssu056

Wang, X., and Chory, J. (2006). Brassinosteroids regulate dissociation of BKI1, a negative regulator of BRI1 signaling, from the plasma membrane. Science 313, 1118–1122. doi: 10.1126/science.1127593

Wang, X., Kota, U., He, K., Blackburn, K., Li, J., Goshe, M. B., et al. (2008). Sequential transphosphorylation of the BRI1/BAK1 receptor kinase complex impacts early events in brassinosteroid signaling. Dev. Cell 15, 220–235. doi: 10.1016/j.devcel.2008.06.011

Wang, X., Li, X., Meisenhelder, J., Hunter, T., Yoshida, S., Asami, T., et al. (2005a). Autoregulation and homodimerization are involved in the activation of the plant steroid receptor BRI1. Dev. Cell 8, 855–865. doi: 10.1016/j.devcel.2005.05.001

Wang, X., Goshe, M. B., Soderblom, E. J., Phinney, B. S., Kuchar, J. A., Li, J., et al. (2005b). Identification and functional analysis of in vivo phosphorylation sites of the Arabidopsis BRASSINOSTEROID-INSENSITIVE1 receptor kinase. Plant Cell 17, 1685–1703. doi: 10.1105/tpc.105.031393

Wang, Z. Y., Nakano, T., Gendron, J., He, J., Chen, M., Vafeados, D., et al. (2002). Nuclear-localized BZR1 mediates brassinosteroid-induced growth and feedback suppression of brassinosteroid biosynthesis. Dev. Cell 2, 505–513. doi: 10.1016/S1534-5807(02)00153-3

Waters, M. T., Wang, P., Korkaric, M., Capper, R. G., Saunders, N. J., and Langdale, J. A. (2009). GLK transcription factors coordinate expression of the photosynthetic apparatus in Arabidopsis. Plant Cell 21, 1109–1128. doi: 10.1105/tpc.108.065250

Werner, T., Nehnevajova, E., Köllmer, I., Novák, O., Strnad, M., Krämer, U., et al. (2010). Root-specific reduction of cytokinin causes enhanced root growth, drought tolerance, and leaf mineral enrichment in Arabidopsis and tobacco. Plant Cell 22, 3905–3920. doi: 10.1105/tpc.109.072694

Wu, L., Zhang, Z., Zhang, H., Wang, X. C., and Huang, R. (2008). Transcriptional modulation of ethylene response factor protein JERF3 in the oxidative stress response enhances tolerance of tobacco seedlings to salt, drought, and freezing. Plant Physiol. 148, 1953–1963. doi: 10.1104/pp.108.126813

Wu, X., Oh, M.-H., Kim, H. S., Schwartz, D., Imai, B. S., Yau, P. M., et al. (2012). Transphosphorylation of E. coli proteins during production of recombinant protein kinases provides a robust system to characterize kinase specificity. Front. Plant Sci. 3:262. doi: 10.3389/fpls.2012.00262

Xu, L., Zhao, Z., Dong, A., Soubigou-Taconnat, L., Renou, J. P., Steinmetz, A., et al. (2008). Di- and tri- but not monomethylation on histone H3 lysine 36 marks active transcription of genes involved in flowering time regulation and other processes in Arabidopsis thaliana. Mol. Cell. Biol. 28, 1348–1360. doi: 10.1128/MCB.01607-07

Yamamoto, Y., Kamiya, N., Morinaka, Y., Matsuoka, M., and Sazuka, T. (2007). Auxin biosynthesis by the YUCCA genes in rice. Plant Physiol. 143, 1362–1371. doi: 10.1104/pp.106.091561

Yang, D. H., Hettenhausen, C., Baldwin, I. T., and Wu, J. (2010). BAK1 regulates the accumulation of jasmonic acid and the levels of trypsin proteinase inhibitors in Nicotiana attenuata’s responses to herbivory. J. Exp. Bot. 62, 641–652. doi: 10.1093/jxb/erq298

Ye, H., Li, L., Guo, H., and Yin, Y. (2012). MYBL2 is a substrate of GSK3-like kinase BIN2 and acts as a corepressor of BES1 in brassinosteroid signaling pathway in Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 4, 20142–20147. doi: 10.1073/pnas.1205232109

Ye, H., Li, L., and Yin, Y. (2011). Recent advances in the regulation of brassinosteroid signaling and biosynthesis pathways. J. Int. Plant Biol. 53, 455–468. doi: 10.1111/j.1744-7909.2011.01046.x

Yin, Y., Vafeados, D., Tao, Y., Yokoda, T., Asami, T., and Chory, J. (2005). A new class of transcription factors mediate brassinosteroid-regulated gene expression in Arabidopsis. Cell 120, 249–259. doi: 10.1016/j.cell.2004.11.044

Yin, Y. H., Wang, Z. Y., Mora-Garcia, S., Li, J. M., Yoshida, S., Asami, T., et al. (2002). BES1 accumulates in the nucleus in response to brassionsteroids to regulate gene expression and promote stem elongation. Cell 109, 181–191. doi: 10.1016/S0092-8674(02)00721-3

Yu, X., Li, L., Li, L., Guo, M., Chory, J., and Yin, Y. (2008). Modulation of brassinosteroidregulated gene expression by Jumonji domain-containing proteins ELF6 and REF6 in Arabidopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 7618–7623. doi: 10.1073/pnas.0802254105

Yu, X., Li, L., Zola, J., Aluru, M., Ye, H., Foudree, A., et al. (2011). A brassinosteroid transcriptional network revealed by genome-wide identification of BESI target genes in Arabidopsis thaliana. Plant J. 65, 634–646. doi: 10.1111/j.1365-313X.2010.04449.x

Yuan, L. B., Peng, Z. H., Zhi, T. T., Zho, Z., Liu, Y., Zhu, Q., et al. (2015). Brassinosteroid enhances cytokinin-induced anthocyanin biosynthesis in Arabidopsis seedlings. Biol. Plant. 59, 99–105. doi: 10.1111/j.1744-7909.2011.01042.x

Yuan, T., Fujioka, S., Takatsuto, S., Matsumoto, S., Gou, X., He, K., et al. (2007). BEN1, a gene encoding a dihydroflavonol 4-reductase (DFR)-like protein, regulates the levels of brassinosteroids in Arabidopsis thaliana. Plant J. 51, 220–233. doi: 10.1111/j.1365-313X.2007.03129.x

Yuldashev, R., Avalbaev, A., Bezrukova, M., Vysotskaya, L., Khripach, V., and Shakirova, F. (2012). Cytokinin oxidase is involved in the regulation of cytokinin content by 24-epibrassinolide in wheat seedlings. Plant Physiol. Biochem. 55, 1–6. doi: 10.1016/j.plaphy.2012.03.004

Zhang, S., Cai, Z., and Wang, X. (2009a). The primary signaling outputs of brassinosteroids are regulated by abscisic acid signalling. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 4543–4548. doi: 10.1073/pnas.0900349106

Zhang, L. Y., Bai, M. Y., Wu, J., Zhu, J. Y., Wang, H., Zhang, Z., et al. (2009b). Antagonistic HLH/bHLH transcription factors mediate brassinosteroid regulation of cell elongation and plant development in rice and Arabidopsis. Plant Cell 21, 3767–3780. doi: 10.1105/tpc.109.070441

Zhang, S., Wang, S., Xu, Y., Yu, C., Shen, C., Qian, Q., et al. (2014). The auxin response factor, OsARF19, controls rice leaf angles through positively regulating OsGH3-5 and OsBRI1. Plant Cell Environ. 38, 638–654. doi: 10.1111/pce.12397

Zhou, J., Wang, J., Li, X., Xia, X. J., Zhou, Y. H., Shi, K., et al. (2014). H2O2 mediates the crosstalk of brassinosteroid and abscisic acid in tomato responses to heat and oxidative stresses. J. Exp. Bot. 65, 4371–4383. doi: 10.1093/jxb/eru217

Zhu, W., Wang, H., Fujioka, S., Zhou, T., Tian, H., Tian, W., et al. (2013a). Homeostasis of brassinosteroids regulated by DRL1, a putative acyltransferase in Arabidopsis. Mol. Plant 6, 546–558. doi: 10.1093/mp/sss144

Zhu, J. Y., Sae-Seaw, J., and Wang, Z. Y. (2013b). Brassinosteroid signalling. Development 140, 1615–1620. doi: 10.1242/dev.060590

Keywords : plant hormones, brassinosteroids, signaling, crosstalk, development

Citation: Saini S, Sharma I and Pati PK (2015) Versatile roles of brassinosteroid in plants in the context of its homoeostasis, signaling and crosstalks. Front. Plant Sci. 6:950. doi: 10.3389/fpls.2015.00950

Received: 13 August 2015 Accepted: 18 October 2015
Published: 04 November 2015.

Soren K. Rasmussen, University of Copenhagen, Denmark

Xia Wu, University of Washington, USA
Mats Hansson, Lund University, Sweden

Copyright © 2015 Saini, Sharma and Pati. This is an open-access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution License (CC BY). The use, distribution or reproduction in other forums is permitted, provided the original author(s) or licensor are credited and that the original publication in this journal is cited, in accordance with accepted academic practice. No use, distribution or reproduction is permitted which does not comply with these terms.


Schau das Video: Brassinosteroids Introduction, Discovery, Chemical Nature, Bioassay And Physiological Role